Uniwersytet Rolniczy im. Hugona Kołłątaja w Krakowie - Centralny System UwierzytelnianiaNie jesteś zalogowany | zaloguj się
katalog przedmiotów - pomoc

Inżynieria genetyczna

Informacje ogólne

Kod przedmiotu: H.4s.INZ.SI.HZOBY Kod Erasmus / ISCED: (brak danych) / (brak danych)
Nazwa przedmiotu: Inżynieria genetyczna
Jednostka: Katedra Fizjologii i Endokrynologii Zwierząt
Grupy: Bioinżynieria zwierząt 4 sem. obowiązkowe
Punkty ECTS i inne: 3.00 LUB 4.00 (zmienne w czasie)
zobacz reguły punktacji
Język prowadzenia: polski
Skrócony opis:

Celem nauczania jest zapoznanie studentów kierunku Bioinżynieria zwierząt z podstawowymi zagadnieniami i pojęciami dotyczącymi budowy i funkcji kwasów nukleinowych, najważniejszymi procesami zachodzącymi w jądrze komórkowym (tj. replikacja, transkrypcja i translacja) oraz nowoczesnymi metodami i technikami inżynierii genetycznej: strategiami i technikami klonowania molekularnego DNA w komórkach bakteryjnych, roślinnych i zwierzęcych, metodami Southern blot, Northern blot i PCR. W ramach wykładów słuchacze zostaną zapoznani z możliwościami stosowania omawianych metod i technik w rolnictwie, ze szczególnym uwzględnieniem bioinżynierii zwierząt. Na ćwiczeniach zaprezentowane zostaną podstawowe techniki izolacji DNA i RNA, metody służące do oceny jakości kwasów nukleinowych, techniki klonowania DNA do komórek E. coli przy użyciu wektorów plazmatycznych, a także zastosowania techniki PCR w diagnostyce molekularnej.

Pełny opis:

WYKŁADY (10 W x 2 h):

1. Z historii inżynierii genetycznej; najważniejsze odkrycia, które przyczyniły się do poznania struktury genomu roślin i zwierząt. Właściwości kwasów nukleinowych; metody stosowane do rozdziału DNA i RNA.

2. Organizacja genomów organizmów prokariotycznych i eukariotycznych. Struktura DNA, zróżnicowanie budowy i funkcji RNA. Genetyczne i fizyczne mapy genomów - metody wykorzystanie w mapowaniu.

3. Sekwencjonowanie genomów. Metody sekwencjonowania DNA (terminacji łańcucha, chemicznej degradacji). Wykorzystanie strategii „shotgun” w sekwencjonowaniu genomów. Składanie poszczególnych fragmentów sekwencji DNA.

4. Proces replikacji DNA bakteryjnego i eukariotycznego. Mutacje i naprawa DNA. Mechanizmy rekombinacji DNA. Lokalizowanie genów w sekwencjach DNA. Ustalenie funkcji genu (komputerowa analiza funkcji genu, analiza eksperymentalna, badania aktywności białka kodowanego przez nieznany gen).

5. Transkrypcja u Procaryota i Eucaryota. Budowa kompleksu inicjującego transkrypcję; etapy procesu transkrypcji. Synteza i dojrzewanie RNA bakteryjnego i eukariotycznego. Translacja i jej regulacja (kod genetyczny). Zastosowanie biologii molekularnej w biologii i medycynie.

6. Enzymy modyfikujące DNA i RNA (polimerazy, enzymy modyfikujące końce fragmentów kwasów nukleinowych, ligaza DNA)

7. Nukleazy; enzymy restrykcyjne, nazewnictwo, podział oraz zastosowanie w pracach laboratoryjnych.

8. Wektory plazmidowe, fagowe, kosmidowe i chromosomowe oraz ich zastosowanie w klonowaniu molekularnym.

9. Hybrydyzacja kwasów nukleinowych; metody Southern blot, northern blot i slot-blot oraz ich zastosowanie w pracach laboratoryjnych.

10. Metoda PCR, RT-PCR i Real-time PCR - odmiany oraz zastosowanie w inżynierii genetycznej.

Ćwiczenia (5 zajęć po 3 h):

1. Metody izolacji DNA z komórek roślinnych i zwierzęcych; izolacja plazmidowego DNA metodą lizy alkalicznej. Elektroforeza izolatów w żelu agarozowym.

2. Analiza restrykcyjna plazmidowego DNA. Restrykcja DNA z wykorzystaniem różnych enzymów restrykcyjnych. Elektroforeza agarozowa uzyskanych fragmentów i analiza wzoru restrykcyjnego w odniesieniu do wzorca wielkości DNA. Klonowanie DNA w wektorze plazmidowym.

3. Optymalizacja reakcji PCR. Określenie wpływu poszczególnych składników mieszaniny reakcyjnej, tj.: składu buforu reakcyjnego, stężenia jonów magnezu, dNTPs oraz ilości matrycy DNA na wydajność amplifikacji.

4. Izolacja całkowitego RNA z tkanek zwierzęcych. Ilościowa i jakościowa analiza RNA (pomiar spektrofotometryczny i elektroforeza).

5. Reakcja odwrotnej transkrypcji (RT); analiza jakości cDNA; łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR). Elektroforeza, wizualizacja i analiza produktu PCR.

Literatura:

1. P.C. Turner i inni, „Biologia molekularna – krótkie wykłady”, PWN, 2011.

2. M. Bugno, H. Rokita, „Podstawowe techniki biologii molekularnej i biotechnologii”, , IBM UJ, Kraków 1999.

3. T.A. Brown, „Genomy” Red. Piotr Węgleński, PWN 2001.

4. D. P. Clark, “Molecular biology”, Elsevier, 2005.

5. B. Lewin, Genes V”, Oxford University Press, Oxford New York Tokyo, 1994.

6. J. Kur, „Podstawy inżynierii genetycznej”, Politechnika Gdańska, 1984 (skrypt).

7. J. Sambrook, E.F. Fritch i T. Maniatis, “Molecular cloning: a laboratory manual (Sec. Ed.), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, 1989.

Efekty uczenia się:

WIEDZA

Student charakteryzuje budowę i właściwości chemiczne kwasów nukleinowych oraz wyjaśnia ich funkcje w komórkach; opisuje strukturę chromatyny oraz opisuje strukturę genomów pronarkotycznych i eukariotycznych; wyjaśnia znaczenie genetycznych i fizycznych map genomów; opisuje metody stosowane w mapowaniu i sekwencjonowaniu genomów;

charakteryzuje podstawowe procesy zachodzące w komórce związane z funkcją kwasów nukleinowych; zna metody stosowane do lokalizacji genów w sekwencjach DNA oraz molekularne metody analizy genów; opisuje podstawowe techniki inżynierii genetycznej stosowane do analizy DNA i RNA; opisuje metody stosowane do ich rozdziału kwasów nukleinowych; opisuje metody stosowane w badaniach ekspresji genu na poziomie mRNA; definiuje podstawowe pojęcia proteomiki i zna metody służące do badania ekspresji genu na poziomie translacji; rozróżnia i opisuje poszczególne rodzaje wektorów wykorzystywanych w klonowaniu DNA; wymienia i charakteryzuje najważniejsze grupy enzymów mających zastosowanie w inżynierii genetycznej; wyjaśnia znaczenie metod inżynierii genetycznej w doskonaleniu roślin i zwierząt; opisuje i objaśnia przebieg reakcji PCR i real-time PCR; potrafi opisać przebieg metod RT-PCR i qPCR i potrafi wyjaśnić ich znaczenie w inżynierii genetycznej

UMIEJĘTNOŚCI

Student: wykonuje izolację DNA z komórek zwierzęcych; przeprowadza analizę elektroforetyczną DNA; przeprowadza analizę restrykcyjną plazmidowego DNA; na podstawie uzyskanych wyników opracowuje wzór restrykcyjny wektora plazmidowego; przeprowadza rekombinację DNA in vitro i transformację bakterii; przeprowadza reakcję PCR; bada wpływ różnych czynników na przebieg tej reakcji; wykorzystuje technikę PCR do analizy DNA; potrafi oznaczać płeć człowieka stosując analizę PCR; przeprowadza izolację całkowitego RNA z tkanek zwierzęcych; ocenia jakość wyizolowanego RNA i wyznacza stężenie RNA w próbce; stosuje technikę odwrotnej transkrypcji w celu uzyskania cDNA; bada ekspresję mRNA genu posługując się techniką RT-PCR

KOMPETENCJE SPOŁECZNE

Student: ma świadomość ryzyka i potrafi ocenić skutki wykonywanych analiz laboratoryjnych i efektów swojej pracy zawodowej; potrafi pracować w grupie i kierować małym zespołem wykonującym analizy laboratoryjne.

Metody i kryteria oceniania:

Wykłady: test jednokrotnego wyboru; zaliczony po uzyskaniu 55% poprawnych odpowiedzi; udział oceny wykładów w ocenie końcowej wynosi 70%

Ćwiczenia: Kolokwium po zakończeniu ćwiczeń. Udział oceny z ćwiczeń w ocenie końcowej wynosi 30%

Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2017/2018" (zakończony)

Okres: 2018-02-26 - 2018-09-30
Wybrany podział planu:


powiększ
zobacz plan zajęć
Typ zajęć: Ćwiczenia laboratoryjne, 15 godzin więcej informacji
Wykład, 20 godzin więcej informacji
Koordynatorzy: Andrzej Sechman
Prowadzący grup: Piotr Antos, Anna Hrabia, Ewa Ocłoń, Andrzej Sechman, Joanna Socha
Lista studentów: (nie masz dostępu)
Zaliczenie: Egzamin

Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2018/2019" (zakończony)

Okres: 2019-02-25 - 2019-09-30
Wybrany podział planu:


powiększ
zobacz plan zajęć
Typ zajęć: Ćwiczenia laboratoryjne, 15 godzin więcej informacji
Wykład, 20 godzin więcej informacji
Koordynatorzy: Andrzej Sechman
Prowadzący grup: Mirosław Kucharski, Ewa Ocłoń, Andrzej Sechman, Joanna Socha
Lista studentów: (nie masz dostępu)
Zaliczenie: Egzamin

Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2019/2020" (zakończony)

Okres: 2020-02-24 - 2020-09-30
Wybrany podział planu:


powiększ
zobacz plan zajęć
Typ zajęć: Ćwiczenia laboratoryjne, 15 godzin więcej informacji
Wykład, 20 godzin więcej informacji
Koordynatorzy: Andrzej Sechman
Prowadzący grup: Dorota Katarzyńska-Banasik, Mirosław Kucharski, Ewa Ocłoń, Andrzej Sechman
Lista studentów: (nie masz dostępu)
Zaliczenie: Egzamin
Opisy przedmiotów w USOS i USOSweb są chronione prawem autorskim.
Właścicielem praw autorskich jest Uniwersytet Rolniczy im. Hugona Kołłątaja w Krakowie.