Metody badania ekspresji genów
Informacje ogólne
Kod przedmiotu: | B.1s.MBE.SM.BBTSA | Kod Erasmus / ISCED: | (brak danych) / (brak danych) |
Nazwa przedmiotu: | Metody badania ekspresji genów | ||
Jednostka: | Katedra Fizjologii Roślin | ||
Grupy: |
Analityka biotechnologiczna II stopień, 1 sem. obowiązkowe |
||
Punkty ECTS i inne: |
5.00 ![]() ![]() |
||
Język prowadzenia: | polski | ||
Skrócony opis: |
Badanie ekspresji genów, czyli ujawniania się genotypu w fenotypie stanowić zaczyna coraz ważniejsze narzędzie badawcze i diagnostyczne. Wykłady z przedmiotu zapoznają studentów z aktualnie stosowanymi metodami badania ekspresji genów ich zaletami i wadami oraz ich podstawowymi aplikacjami. Pod uwagę wzięte będą zagadnienia związane z badaniem transkryptów/transkryptomu lecz również metodami badania produktów translacji/proteomu, metabolomu oraz specyficzne zagadnienia dotyczące badań mikro RNA i wyciszania genów. Od strony praktycznej studenci zapoznani zostaną z najpowszechniejszymi metodami badania ekspresji genów, głównie techniką PCR w czasie rzeczywistym oraz blotingami. Ćwiczenia obejmują zapoznanie się z kilkoma technikami badawczymi: hybrydyzacją northern, western, DD-PCR oraz Real Time PCR. |
||
Pełny opis: |
Wykłady: Znaczenie badań ekspresji genów, poziomy ekspresji oraz informatywność uzyskanych na nich wyników Techniki badania zmian w poziomie transkryptu: prawidłowe układy eksperymentalne, izolacja RNA Techniki badania zmian w poziomie transkryptu: northern blotting Techniki badania zmian w poziomie transkryptu: RT-PCR klasyczny i w czasie rzeczywistym Techniki badania zmian w poziomie transkryptu: metody badania ekspresji różnicowej (DD-PCR, SSH), SAGE Techniki sekwencjonowania w analizie transkryptomu Mikromacierze w analizie ekspresji genów Techniki analizy mikro RNA Techniki badania zmian w poziomie produktu translacji: western blotting, analiza proteomu Analiza modyfikacji potranslacyjnych, aktywności funkcjonalnej białek oraz analiza metabolomu Ćwiczenia: Technika RT-PCR w czasie rzeczywistym: Izolacja mRNA z tkanek - specyfika pracy z RNA, stabilizacja profilu ekspresji genów po pobraniu prób Technika RT-PCR w czasie rzeczywistym: Odwrotna transkrypcja, oczyszczanie cDNA Technika RT-PCR w czasie rzeczywistym: Projektowanie starterów i sond do reakcji Real-Time PCR - źródła informacji sekwencyjnej, bazy danych sekwencji nukleotydowych, walidacja sekwencji, wykorzystanie oprogramowania do projektowania starterów i sond (Primer Express, File Builder) Technika RT-PCR w czasie rzeczywistym: Reakcja PCR w czasie rzeczywistym - oznaczenie względne ekspresji (Relative Quantification) z wykorzystaniem fluoroforu SybrGreen, wykorzystanie oprogramowania 7500 System SDS Software. Analiza i interpretacja wyników - odczyty z krzywych standardowych, porównanie różnych technik obliczania poziomu ekspresji, analiza stabilności potencjalnych genów referencyjnych oraz normalizacja ekspresji względem kontroli endogennej, interpretacja biologiczna obserwowanych zjawisk. Hybrydyzacja Western DD-PCR Hybrydyzacja Northern |
||
Literatura: |
Materiały udostępniane przez prowadzącego zajęcia Wojtaszek P., Ratajczak T., Woźny A., Biologia komórki roślinnej, tom. 2 - Funkcja. PWN Warszawa 2016. Brown T.A., Genomy, PWN Warszawa 2013 |
||
Efekty uczenia się: |
WIEDZA - absolwent zna i rozumie: - techniki badania ekspresji genów na różnych poziomach, ich możliwości i ograniczenia UMIEJĘTNOŚCI - absolwent potrafi: - posługiwać się techniką hybrydyzacji Northern - posługiwać się techniką ilościowego PCR oraz stosować odpowiednie dla tej metody narzędzia bioinformatyczne w planowaniu eksperymentów i analizie wyników - posługiwać się techniką DD-PCR - posługiwania się techniką hybrydyzacji Western KOMPETENCJE SPOŁECZNE - absolwent jest gotów do: - nadążania za postępem wiedzy z zakresu metod badania ekspresji genów - krytycznej analizy przydatności i ograniczeń różnych metod badania ekspresji genów |
||
Metody i kryteria oceniania: |
Wykłady: test jednokrotnego wyboru (70%) Ćwiczenia: projekt, wykonanie i opisanie rezultatów eksperymentu praktycznych (30%) |
||
Praktyki zawodowe: |
brak |
Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2017/2018" (zakończony)
Okres: | 2018-02-26 - 2018-09-30 |
![]() |
Typ zajęć: |
Ćwiczenia laboratoryjne, 45 godzin ![]() Wykład, 15 godzin ![]() |
|
Koordynatorzy: | Marcin Rapacz | |
Prowadzący grup: | Katarzyna Hura, Barbara Jurczyk, Gabriela Machaj, Emilia Morańska, Marcin Rapacz, Magdalena Simlat, Marek Szklarczyk | |
Lista studentów: | (nie masz dostępu) | |
Zaliczenie: |
Przedmiot -
Egzamin
Wykład - Zaliczenie na ocenę |
Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2018/2019" (zakończony)
Okres: | 2019-02-25 - 2019-09-30 |
![]() |
Typ zajęć: |
Ćwiczenia laboratoryjne, 45 godzin ![]() Wykład, 15 godzin ![]() |
|
Koordynatorzy: | Barbara Jurczyk | |
Prowadzący grup: | Katarzyna Hura, Barbara Jurczyk, Magdalena Klimek-Chodacka, Magdalena Simlat, Marek Szklarczyk | |
Lista studentów: | (nie masz dostępu) | |
Zaliczenie: |
Przedmiot -
Egzamin
Wykład - Zaliczenie na ocenę |
Właścicielem praw autorskich jest Uniwersytet Rolniczy im. Hugona Kołłątaja w Krakowie.